Résumé du module : Bioréacteurs en M2 Génie Pharmaceutique

Ce document synthétise les concepts fondamentaux abordés dans le cadre du module sur les bioréacteurs, essentiels pour comprendre la conception, la cinétique microbienne et enzymatique, ainsi que les mécanismes d'inhibition enzymatique.

Chapitre 01 : Généralités sur la microbiologie

1. Introduction

Un bioréacteur est une unité technologique conçue pour favoriser, dans des conditions de culture strictement contrôlées, la multiplication de micro-organismes (tels que les levures, bactéries, champignons microscopiques, algues), de cellules, voire d’organismes pluricellulaires, à des fins industrielles variées. Ces applications incluent notamment :

• L’agroalimentaire : production de yaourts, boissons alcoolisées, etc.
• La médecine : fabrication d’antibiotiques, vitamines, etc.
• Le traitement des déchets : gestion des déchets liquides et solides.

Un bioréacteur combine deux composantes principales :

• Une composante biologique (culture vivante).
• Une composante artificielle (système assurant le contrôle des conditions de culture).

Cette association permet d'atteindre des objectifs de production ou de bioconversion précis, comme la fabrication de métabolites, de tissus cellulaires, ou encore la transformation de molécules d’intérêt.

2. Critères de conception d’un fermenteur

La conception d’un fermenteur industriel repose sur les spécificités de la réaction biologique visée, qu’il s’agisse de produire :

• De la biomasse.
• Des molécules d’intérêt contenues ou synthétisées par les micro-organismes (ex. : acides organiques, acides aminés).

En fonction du métabolisme sélectionné, plusieurs critères doivent être pris en compte :

• Stérilité : éviter toute contamination.
• Transfert de matière et de gaz : optimiser les échanges entre substrat et microorganismes.
• Transfert de chaleur : assurer une température optimale pour la réaction.

Ces éléments dictent les calculs et choix techniques nécessaires à la conception efficace du fermenteur.

3. Croissance microbienne

La croissance microbienne désigne l’augmentation simultanée de la masse cellulaire et du nombre de cellules dans un milieu donné.

3.1. Taux de croissance

Le taux de croissance microbienne (µ) exprime l’augmentation de la population dans un intervalle de temps donné :
µ = 1/G = n/t​

3.2. Vitesse de croissance

La vitesse de croissance (dX/dt) est proportionnelle à la biomasse présente à un instant précis :

dX/dt = µ*X

3.3. Les phases de croissance microbienne 

1- Phase de latence :

• $\mu =0$, $X=X_{\mathrm{<span\; style="font-size:\; x-small;">0</span>}}$ (constant).
• Les cellules s’adaptent à leur environnement et synthétisent des enzymes.

2- Phase d’accélération :

• La vitesse de croissance augmente progressivement.

3- Phase exponentielle :

• $\mu ={\mu }_{\text{<span style="font-size: x-small;">max</span>}}$, $\mu$ constant, $G$ court.
• La biomasse croit rapidement.

4- Phase de ralentissement :

• La vitesse de croissance diminue en raison de l’épuisement progressif du substrat.

5- Phase stationnaire :

• $\mu =0$, $n=0$.
• Équilibre entre la production et la mortalité des cellules.

6- Phase de déclin :

• $\mu <0$.
• Le substrat est entièrement épuisé, la lyse cellulaire s’intensifie, et des métabolites toxiques s’accumulent.

Après inoculation, le milieu de culture évolue selon ces phases, de l’adaptation initiale des micro-organismes à leur mortalité, en passant par une phase de croissance rapide.

4. Rendement microbien

Le rendement microbien mesure l’efficacité de la conversion du substrat consommé (S) en biomasse (X) ou en produit final (P) :

Ainsi, un rendement élevé indique une conversion optimale du substrat en biomasse ou produit souhaité.

Chapitre 02 : Cinétique de croissance microbienne

La vitesse de croissance microbienne peut être influencée par la disponibilité d’un substrat limitant. Lorsque ce substrat est présent en faible concentration, une augmentation de sa quantité peut entraîner une accélération de la vitesse de croissance. Les substrats limitants varient en fonction des conditions de culture :

En culture discontinue anaérobie :

• Les substrats limitants incluent souvent la source de carbone ou la source d’azote. Ces composés sont consommés au cours de la culture et leur épuisement marque la fin de la croissance.

En culture aérobie :

• L’oxygène est généralement le substrat limitant. Sa faible solubilité dans les milieux de fermentation et son apport continu rendent son contrôle essentiel pour maintenir une vitesse de croissance optimale.

1. Relation cinétique de Monod

La relation de Monod décrit l’effet de la concentration en substrat limitant (S) sur la vitesse de croissance microbienne (µ) :​

Cette équation met en évidence deux régimes :

• À faibles concentrations en substrat (S<<KS) :

La vitesse de croissance est directement proportionnelle à S.

$<span\; style="font-family:\; arial;"><span\; style="font-size:\; medium;">\mu \; \approx \; \mu </span><span\; style="font-size:\; x-small;">max</span><span\; style="font-size:\; medium;">*S\; /\; K</span><span\; style="font-size:\; x-small;">S</span></span>$

• À fortes concentrations en substrat (S>>KS) :

La vitesse de croissance atteint un plateau (µ ≈ µmax )

La linéarisation de l’équation de Monod

La linéarisation de l’équation de Monod par la méthode des doubles inverses, connue sous le nom de représentation de Lineweaver-Burk, consiste à transformer l’équation de Monod en une relation linéaire. Cette transformation facilite la détermination des paramètres cinétiques ${\mathrm{<span\; style="font-family:\; arial;"><span\; style="font-size:\; medium;">\mu </span></span>}}_{\text{<span><span style="font-family: arial; font-size: x-small;">max</span><span> </span></span>}}$et ${\mathrm{<span\; style="font-family:\; arial;"><span\; style="font-size:\; medium;">K</span><span\; style="font-size:\; x-small;">S</span></span>}}_{}$ à partir des données expérimentales.

Ainsi, la relation de Monod est un modèle essentiel pour prédire la croissance microbienne en fonction de la disponibilité du substrat, et elle sert de base pour optimiser les processus de fermentation en ajustant les conditions de culture.

Chapitre 03 : Cinétique enzymatique : 

Établissement de l'équation de vitesse

La vitesse initiale (Vi) est définie comme la vitesse de la réaction enzymatique mesurée au tout début, lorsque :

• La concentration en substrat ([S]) est approximativement égale à la concentration initiale ([S0]).
• La concentration en produit ([P]) est encore négligeable ([P]$<span\; style="font-size:\; medium;">\approx [P</span><span\; style="font-size:\; x-small;">0</span><span\; style="font-size:\; medium;">]</span>$).

Mécanisme de réaction

Détermination de [E] et [ES]

Pour résoudre l’équation de vitesse, deux relations sont nécessaires :

Substitution et équation de vitesse

Forme simplifiée : Équation de Michaelis-Menten

Cette équation décrit la relation entre la vitesse initiale (Vi), la concentration en substrat ([S]), et les paramètres cinétiques Vmax​ et Km, qui sont caractéristiques de chaque enzyme.

chapitre 04 : Inhibition enzymatique

L’inhibition enzymatique se caractérise par une réduction de l’activité catalytique de l’enzyme, entraînant un ralentissement de la réaction enzymatique. Ce phénomène résulte de l’interaction d’une substance appelée inhibiteur (I)  avec l’enzyme.

L’inhibiteur peut :

• Empêcher la fixation du substrat (S) sur le site actif en entrant en compétition pour ce site.
• Provoquer une déformation du site actif, rendant l’enzyme moins efficace.
• Interagir avec le complexe enzyme-substrat (ES) pour perturber le mécanisme catalytique.

La réaction enzymatique classique, sans inhibiteur, est décrite comme suit :

$$$$

En présence d’un inhibiteur, trois principaux types d’inhibition peuvent être distingués :

1. Inhibition compétitive

Mécanisme : L’inhibiteur (I) se fixe sur l’enzyme libre (E), en compétition avec le substrat (S) pour le site actif. Cela empêche la formation du complexe enzyme-substrat (ES).

Impact sur les paramètres :

La vitesse maximale apparente ($v_{\text{max}}^{\text{app}}$) reste inchangée, car un excès de substrat peut surmonter l’effet de l’inhibiteur.

La constante de Michaelis-Menten apparente ($K_m^{\text{app}}$) augmente, indiquant une diminution de l’affinité de l’enzyme pour le substrat.

2. Inhibition non compétitive

Mécanisme : L’inhibiteur (I) se fixe indifféremment sur l’enzyme libre (E) ou sur le complexe enzyme-substrat (ES), mais pas au site actif. Cette interaction modifie la conformation de l’enzyme, réduisant son activité.

Impact sur les paramètres :

La vitesse maximale apparente ($v_{\text{max}}^{\text{app}}$) diminue, car une partie des enzymes devient inactive.
La constante de Michaelis-Menten apparente ($K_m^{\text{app}}$) reste inchangée, car l’affinité de l’enzyme pour le substrat n’est pas affectée.

3. Inhibition incompétitive

Mécanisme : L’inhibiteur (I) se fixe uniquement sur le complexe enzyme-substrat (ES) et non sur l’enzyme libre (E). Cela bloque la transformation du substrat en produit.

Impact sur les paramètres :

• La vitesse maximale apparente ($v_{\text{max}}^{\text{app}}$) diminue, car une partie des enzymes sous forme ESI devient inactive.
• La constante de Michaelis-Menten apparente ($K_m^{\text{app}}$) diminue, car la présence de l’inhibiteur stabilise le complexe ES, augmentant l’affinité apparente.

Résumé des effets sur Vmax​ et Km​